Spermatogenese und Spermiogenese sind die zellulären Prozesse, die reife männliche Geschlechtszellen produzieren. Diese Prozesse finden in den Samenkanälchen der Hoden des geschlechtsreifen Mannes statt, wie in Abbildung 1 gezeigt. Die menschlichen Samenkanälchen sind 30 bis 70 cm lang und haben einen Durchmesser von 150 bis 300 mm (Zaneveld 1978). Die Spermatogonien (Stammzellen) sind entlang der Basalmembran der Hodenkanälchen angeordnet und sind die Grundzellen für die Spermienproduktion.
Abbildung 1. Das männliche Fortpflanzungssystem
Spermien reifen durch eine Reihe von Zellteilungen, in denen sich die Spermatogonien vermehren und zu primären Spermatozyten werden. Die ruhenden primären Spermatozyten wandern durch die von den Sertoli-Zellen gebildeten Tight Junctions zur luminalen Seite dieser Hodenbarriere. Wenn die Spermatozyten die Membranbarriere im Hoden erreichen, ist die Synthese von DNA, dem genetischen Material im Zellkern, im Wesentlichen abgeschlossen. Wenn die primären Spermatozyten tatsächlich auf das Lumen der Hodenkanälchen treffen, durchlaufen diese eine spezielle Art der Zellteilung, die nur in Keimzellen stattfindet und als Meiose bezeichnet wird. Die meiotische Zellteilung führt zur Aufspaltung der Chromosomenpaare im Zellkern, so dass jede entstehende Keimzelle nur eine einzige Kopie jedes Chromosomenstrangs enthält und nicht ein passendes Paar.
Während der Meiose verändern die Chromosomen ihre Form, indem sie kondensieren und fadenförmig werden. An einem bestimmten Punkt bricht die Kernmembran, die sie umgibt, zusammen und Mikrotubuli-Spindeln heften sich an die Chromosomenpaare, wodurch sie sich trennen. Damit ist die erste meiotische Teilung abgeschlossen und es bilden sich zwei haploide sekundäre Spermatozyten. Die sekundären Spermatozyten durchlaufen dann eine zweite meiotische Teilung, um eine gleiche Anzahl von X- und Y-Chromosom tragenden Spermatiden zu bilden.
Die morphologische Umwandlung von Spermatiden in Spermatozoen wird als Spermiogenese bezeichnet. Wenn die Spermiogenese abgeschlossen ist, wird jede Samenzelle von der Sertoli-Zelle durch einen Prozess, der als Spermiation bezeichnet wird, in das Lumen der Hodenkanälchen freigesetzt. Die Spermien wandern entlang des Tubulus zum Rete testis und in den Nebenhodenkopf. Spermien, die die Hodenkanälchen verlassen, sind unreif: Sie können keine Eizelle befruchten und nicht schwimmen. Spermatozoen, die in das Lumen der Hodenkanälchen freigesetzt werden, werden in Flüssigkeit suspendiert, die hauptsächlich von den Sertoli-Zellen produziert wird. Konzentrierte Spermien, die in dieser Flüssigkeit suspendiert sind, fließen kontinuierlich aus den Hodenkanälchen, durch geringfügige Änderungen im ionischen Milieu innerhalb der Rete testis, durch die Vasa efferentia und in die Nebenhoden. Der Nebenhoden ist ein einziger stark gewundener Schlauch (12 bis 21 Meter lang), in dem die Spermien XNUMX bis XNUMX Tage verbringen.
Innerhalb der Nebenhoden erwerben Spermien nach und nach Beweglichkeit und Befruchtungsfähigkeit. Dies kann auf die wechselnde Natur der Suspensionsflüssigkeit in den Nebenhoden zurückzuführen sein. Das heißt, wenn die Zellen reifen, absorbiert der Nebenhoden Komponenten aus der Flüssigkeit, einschließlich Sekrete von den Sertoli-Zellen (z. B. androgenbindendes Protein), wodurch die Konzentration von Spermatozoen erhöht wird. Der Nebenhoden trägt auch seine eigenen Sekrete zur Suspensionsflüssigkeit bei, einschließlich der Chemikalien Glycerylphosphorylcholin (GPC) und Carnitin.
Die Spermienmorphologie verändert sich in den Nebenhoden weiter. Das zytoplasmatische Tröpfchen wird abgestoßen und der Samenkern kondensiert weiter. Während der Nebenhoden das Hauptspeicherreservoir für Spermien bis zur Ejakulation ist, wurden etwa 30 % der Spermien in einem Ejakulat in den Samenleitern gespeichert. Häufige Ejakulation beschleunigt die Spermienpassage durch die Nebenhoden und kann die Anzahl unreifer (unfruchtbarer) Spermien im Ejakulat erhöhen (Zaneveld 1978).
Ejakulation
Sobald sie sich in den Samenleitern befinden, werden die Spermien eher durch die Muskelkontraktionen der Ejakulation als durch den Flüssigkeitsfluss transportiert. Während der Ejakulation werden Flüssigkeiten zwangsweise aus den akzessorischen Geschlechtsdrüsen ausgestoßen, wodurch das Samenplasma entsteht. Diese Drüsen stoßen ihre Sekrete nicht gleichzeitig aus. Vielmehr stößt die Bulbourethraldrüse (Cowper-Drüse) zuerst eine klare Flüssigkeit aus, gefolgt von den Prostatasekreten, den spermienkonzentrierten Flüssigkeiten aus den Nebenhoden und Ampullen des Vas deferens und schließlich der größte Teil hauptsächlich aus den Samenbläschen. Samenplasma ist also keine homogene Flüssigkeit.
Toxische Wirkungen auf Spermatogenese und Spermiogenese
Giftstoffe können die Spermatogenese an mehreren Stellen stören. Am schädlichsten sind aufgrund ihrer Irreversibilität Giftstoffe, die Spermatogonien oder Sertoli-Zellen töten oder (über Reparaturmechanismen hinaus) genetisch verändern. Tierversuche waren nützlich, um das Stadium zu bestimmen, in dem ein Giftstoff den spermatogenetischen Prozess angreift. Diese Studien verwenden eine kurzzeitige Exposition gegenüber einem Giftstoff vor der Probenahme, um die Wirkung zu bestimmen. Indem man die Dauer für jedes spermatogene Stadium kennt, kann man extrapolieren, um das betroffene Stadium abzuschätzen.
Die biochemische Analyse von Samenplasma liefert Einblicke in die Funktion der akzessorischen Geschlechtsdrüsen. Chemikalien, die hauptsächlich von jeder der akzessorischen Geschlechtsdrüsen abgesondert werden, werden typischerweise so ausgewählt, dass sie als Marker für die jeweilige Drüse dienen. Beispielsweise wird der Nebenhoden durch GPC repräsentiert, die Samenbläschen durch Fruktose und die Prostata durch Zink. Beachten Sie, dass diese Art der Analyse nur grobe Informationen über die Drüsenfunktion und wenig oder keine Informationen über die anderen sekretorischen Bestandteile liefert. Die Messung des pH-Werts und der Osmolalität des Samens liefert zusätzliche allgemeine Informationen über die Natur des Samenplasmas.
Samenplasma kann auf das Vorhandensein eines Giftstoffs oder seines Metaboliten analysiert werden. Schwermetalle wurden im Samenplasma mittels Atomabsorptionsspektrophotometrie nachgewiesen, während halogenierte Kohlenwasserstoffe in Samenflüssigkeit nach Extraktion oder proteinlimitierender Filtration gaschromatographisch gemessen wurden (Stachel et al. 1989; Zikarge 1986).
Die Lebensfähigkeit und Beweglichkeit von Spermatozoen im Samenplasma spiegelt typischerweise die Qualität des Samenplasmas wider. Veränderungen der Lebensfähigkeit der Spermien, gemessen durch Fleckenausschluss oder durch hypoosmotische Schwellung, oder Veränderungen der Spermienbeweglichkeitsparameter deuten auf posttestikuläre toxische Wirkungen hin.
Samenanalysen können auch zeigen, ob die Produktion von Samenzellen durch einen Giftstoff beeinträchtigt wurde. Spermienzahl und Spermienmorphologie liefern Indizes für die Integrität der Spermatogenese und Spermiogenese. So korreliert die Zahl der Spermien im Ejakulat direkt mit der Zahl der Keimzellen pro Gramm Hoden (Zukerman et al. 1978), während eine abnorme Morphologie wahrscheinlich das Ergebnis einer abnormen Spermiogenese ist. Tote Spermien oder unbewegliche Spermien spiegeln oft die Auswirkungen posttestikulärer Ereignisse wider. Somit kann die Art oder der Zeitpunkt einer toxischen Wirkung auf das Ziel des Giftstoffs hinweisen. Beispielsweise führte die Exposition männlicher Ratten gegenüber 2-Methoxyethanol nach vier Wochen zu einer verminderten Fertilität (Chapin et al. 1985). Dieser durch histologische Untersuchung bestätigte Nachweis weist darauf hin, dass das Ziel der Toxizität die Spermatozyte ist (Chapin et al. 1984). Während es ethisch nicht vertretbar ist, Menschen mutmaßlichen reproduktionstoxischen Stoffen auszusetzen, können Samenanalysen von Serienejakulaten von Männern, die versehentlich für kurze Zeit potenziellen toxischen Stoffen ausgesetzt wurden, ähnliche nützliche Informationen liefern.
Berufliche Exposition gegenüber 1,2-Dibromchlorpropan (DBCP) verringerte die Spermienkonzentration in Ejakulaten von einem Medianwert von 79 Millionen Zellen/ml bei nicht exponierten Männern auf 46 Millionen Zellen/ml bei exponierten Arbeitern (Whorton et al. 1979). Nachdem die Arbeiter von der Exposition entfernt wurden, erholten sich diejenigen mit reduzierter Spermienzahl teilweise, während Männer, die Azoospermie hatten, unfruchtbar blieben. Die Hodenbiopsie ergab, dass das Ziel von DBCP die Spermatogonie war. Dies belegt die Schwere der Wirkung, wenn Stammzellen das Ziel von Giftstoffen sind. Es gab keine Hinweise darauf, dass eine DBCP-Exposition bei Männern mit einem ungünstigen Schwangerschaftsausgang assoziiert war (Potashnik und Abeliovich 1985). Ein weiteres Beispiel für einen Giftstoff, der auf die Spermatogenese/Spermiogenese abzielt, war die Untersuchung von Arbeitern, die Ethylendibromid (EDB) ausgesetzt waren. Sie hatten mehr Spermien mit spitz zulaufenden Köpfen und weniger Spermien pro Ejakulat als die Kontrollen (Ratcliffe et al. 1987).
Genetische Schäden sind in menschlichen Spermien schwer nachzuweisen. Mehrere Tierstudien mit dem Dominant-Letal-Assay (Ehling et al. 1978) weisen darauf hin, dass eine väterliche Exposition zu einem ungünstigen Schwangerschaftsausgang führen kann. Epidemiologische Studien an großen Populationen haben eine erhöhte Häufigkeit spontaner Aborte bei Frauen gezeigt, deren Ehemänner als Kfz-Mechaniker arbeiteten (McDonald et al. 1989). Solche Studien weisen auf einen Bedarf an Verfahren hin, um genetische Schäden in menschlichen Spermien nachzuweisen. Solche Verfahren werden von mehreren Labors entwickelt. Diese Verfahren schließen DNA-Sonden zum Erkennen genetischer Mutationen (Hecht 1987), Spermienchromosomen-Karyotypisierung (Martin 1983) und DNA-Stabilitätsbewertung durch Durchflusszytometrie (Evenson 1986) ein.
Abbildung 2. Expositionen, die positiv mit einer nachteiligen Beeinflussung der Samenqualität assoziiert sind
Abbildung 2 listet Expositionen auf, von denen bekannt ist, dass sie die Spermienqualität beeinflussen, und Tabelle 1 bietet eine Zusammenfassung der Ergebnisse epidemiologischer Studien zu väterlichen Auswirkungen auf die Fortpflanzungsergebnisse.
Tabelle 1. Epidemiologische Studien zu väterlichen Auswirkungen auf den Schwangerschaftsausgang
| Referenz | Art der Exposition oder Beschäftigung | Assoziation mit Exposition1 | Bewirken |
| Datensatzbasierte Bevölkerungsstudien | |||
| Lindbohm et al. 1984 | Lösungsmittel | - | Spontane Abtreibung |
| Lindbohm et al. 1984 | Tankstelle | + | Spontane Abtreibung |
| Daniell und Vaughan 1988 | Organische Lösungsmittel | - | Spontane Abtreibung |
| McDonaldet al. 1989 | Mechanik | + | Spontane Abtreibung |
| McDonaldet al. 1989 | Lebensmittelverarbeitung | + | Entwicklungsstörungen |
| Lindbohm et al. 1991a | Ethylenoxid | + | Spontane Abtreibung |
| Lindbohm et al. 1991a | Erdölraffinerie | + | Spontane Abtreibung |
| Lindbohm et al. 1991a | Holz imprägniert | + | Spontane Abtreibung |
| Lindbohm et al. 1991a | Gummichemikalien | + | Spontane Abtreibung |
| Olsenet al. 1991 | Metallindustrie | + | Krebsrisiko bei Kindern |
| Olsenet al. 1991 | Maschinisten | + | Krebsrisiko bei Kindern |
| Olsenet al. 1991 | Smiths | + | Krebsrisiko bei Kindern |
| Kristensenet al. 1993 | Lösungsmittel | + | Frühgeburt |
| Kristensenet al. 1993 | Blei und Lösungsmittel | + | Frühgeburt |
| Kristensenet al. 1993 | Führen (Lead) | + | Perinataler Tod |
| Kristensenet al. 1993 | Führen (Lead) | + | Männliche Kindermorbidität |
| Fall-Kontroll-Studien | |||
| Kucera 1968 | Druckindustrie | (+) | Lippenspalte |
| Kucera 1968 | Lackieren | (+) | Gaumenspalte |
| Olsen 1983 | Lackieren | + | Schädigung des Zentralnervensystems |
| Olsen 1983 | Lösungsmittel | (+) | Schädigung des Zentralnervensystems |
| Severet al. 1988 | Niedrige Strahlung | + | Neuralrohrdefekte |
| Taskinen et al. 1989 | Organische Lösungsmittel | + | Spontane Abtreibung |
| Taskinen et al. 1989 | Aromatische Kohlenwasserstoffe | + | Spontane Abtreibung |
| Taskinen et al. 1989 | Staub | + | Spontane Abtreibung |
| Gardneret al. 1990 | Strahlung | + | Leukämie im Kindesalter |
| Bond 1992 | Schweiß- | + | Zeit bis zur Empfängnis |
| Wilkins und Sinks 1990 | Landwirtschaft | (+) | Hirntumor bei Kindern |
| Wilkins und Sinks 1990 | Hoch- und Tiefbau | (+) | Hirntumor bei Kindern |
| Wilkins und Sinks 1990 | Lebensmittel-/Tabakverarbeitung | (+) | Hirntumor bei Kindern |
| Wilkins und Sinks 1990 | Metal | + | Hirntumor bei Kindern |
| Lindbohmn et al. 1991b | Führen (Lead) | (+) | Spontane Abtreibung |
| Salmen et al. 1992 | Führen (Lead) | (+) | Angeborene Mängel |
| Veulemans et al. 1993 | Ethylenglykolether | + | Abnormales Spermiogramm |
| Chiaet al. 1992 | Metallindustrie | + | Cadmium im Sperma |
1 – kein signifikanter Zusammenhang; (+) marginal signifikante Assoziation; + signifikante Assoziation.
Quelle: Adaptiert von Taskinen 1993.
Neuroendokrines System
Die Gesamtfunktion des Fortpflanzungssystems wird durch das Nervensystem und die von den Drüsen produzierten Hormone (das endokrine System) gesteuert. Die reproduktive neuroendokrine Achse des Mannes betrifft hauptsächlich das Zentralnervensystem (ZNS), den Hypophysenvorderlappen und die Hoden. Eingaben aus dem ZNS und aus der Peripherie werden durch den Hypothalamus integriert, der direkt die Gonadotropinsekretion durch den Hypophysenvorderlappen reguliert. Die Gonadotropine wiederum wirken hauptsächlich auf die Leydig-Zellen innerhalb des Interstitiums und Sertoli und Keimzellen innerhalb der Hodenkanälchen, um die Spermatogenese und die Hormonproduktion durch die Hoden zu regulieren.
Hypothalamus-Hypophysen-Achse
Der Hypothalamus sondert das Neurohormon Gonadotropin-Releasing-Hormon (GnRH) in das hypophysäre Pfortadergefäßsystem für den Transport zum Hypophysenvorderlappen ab. Die pulsierende Sekretion dieses Dekapeptids bewirkt die gleichzeitige Freisetzung von luteinisierendem Hormon (LH) und mit geringerer Synchronität und einem Fünftel der Potenz die Freisetzung von follikelstimulierendem Hormon (FSH) (Bardin 1986). Es gibt erhebliche Beweise für das Vorhandensein eines separaten FSH-Releasing-Hormons, obwohl noch keines isoliert wurde (Savy-Moore und Schwartz 1980; Culler und Negro-Vilar 1986). Diese Hormone werden vom Hypophysenvorderlappen ausgeschüttet. LH wirkt direkt auf die Leydig-Zellen, um die Synthese und Freisetzung von Testosteron zu stimulieren, während FSH die Aromatisierung von Testosteron zu Östradiol durch die Sertoli-Zellen stimuliert. Die gonadotrope Stimulation bewirkt die Freisetzung dieser Steroidhormone in die Samenvene.
Die Gonadotropinsekretion wird wiederum durch Testosteron und Östradiol durch negative Rückkopplungsmechanismen kontrolliert. Testosteron wirkt hauptsächlich auf den Hypothalamus, um die GnRH-Sekretion zu regulieren, und verringert dadurch hauptsächlich die Pulsfrequenz der LH-Freisetzung. Östradiol hingegen wirkt auf die Hypophyse, um das Ausmaß der Gonadotropinfreisetzung zu verringern. Durch diese endokrinen Rückkopplungsschleifen werden die Hodenfunktion im Allgemeinen und die Testosteronsekretion im Besonderen in einem relativ stabilen Zustand gehalten.
Hypophysen-Hoden-Achse
LH und FSH werden allgemein als notwendig für eine normale Spermatogenese angesehen. Vermutlich ist die Wirkung von LH sekundär zur Induktion hoher intratestikulärer Konzentrationen von Testosteron. Daher wirken FSH aus der Hypophyse und Testosteron aus den Leydig-Zellen auf die Sertoli-Zellen innerhalb des Epithels der Hodenkanälchen, um die Spermatogenese einzuleiten. Die Spermienproduktion bleibt bestehen, obwohl sie quantitativ reduziert ist, nachdem entweder LH (und vermutlich die hohen intratestikulären Testosteronkonzentrationen) oder FSH entfernt wurden. FSH wird benötigt, um die Spermatogenese in der Pubertät zu initiieren und in geringerem Maße eine gestoppte Spermatogenese wieder zu initiieren (Matsumoto 1989; Sharpe 1989).
Der hormonelle Synergismus, der dazu dient, die Spermatogenese aufrechtzuerhalten, kann die Rekrutierung von differenzierten Spermatogonien durch FSH für den Eintritt in die Meiose zur Folge haben, während Testosteron spezifische nachfolgende Stadien der Spermatogenese steuern kann. FSH und Testosteron können auch auf die Sertoli-Zelle einwirken, um die Produktion eines oder mehrerer parakriner Faktoren zu stimulieren, die die Anzahl der Leydig-Zellen und die Testosteronproduktion durch diese Zellen beeinflussen können (Sharpe 1989). FSH und Testosteron stimulieren die Proteinsynthese durch Sertoli-Zellen, einschließlich der Synthese von Androgen-bindendem Protein (ABP), während FSH allein die Synthese von Aromatase und Inhibin stimuliert. ABP wird hauptsächlich in die seminifere tubuläre Flüssigkeit sezerniert und zum proximalen Teil des Caput Nebenhoden transportiert, wo es möglicherweise als lokaler Träger von Androgenen dient (Bardin 1986). Aromatase katalysiert die Umwandlung von Testosteron in Östradiol in den Sertoli-Zellen und in anderen peripheren Geweben.
Inhibin ist ein Glykoprotein, das aus zwei unterschiedlichen, Disulfid-verknüpften Untereinheiten, a und b, besteht. Obwohl Inhibin vorzugsweise die FSH-Freisetzung hemmt, kann es auch die LH-Freisetzung in Gegenwart einer GnRH-Stimulation abschwächen (Kotsugi et al. 1988). FSH und LH stimulieren die Inhibinfreisetzung mit etwa gleicher Potenz (McLachlan et al. 1988). Interessanterweise wird Inhibin in das Samenvenenblut als Pulse sezerniert, die synchron zu denen von Testosteron sind (Winters 1990). Dies spiegelt wahrscheinlich nicht die direkten Wirkungen von LH oder Testosteron auf die Aktivität der Sertoli-Zellen wider, sondern eher die Wirkungen anderer Leydig-Zellprodukte, die entweder in die Zwischenräume oder in den Kreislauf abgegeben werden.
Prolaktin, das auch von der vorderen Hypophyse ausgeschieden wird, wirkt synergistisch mit LH und Testosteron, um die männliche Fortpflanzungsfunktion zu fördern. Prolaktin bindet an spezifische Rezeptoren auf der Leydig-Zelle und erhöht die Menge des Androgenrezeptorkomplexes im Zellkern von auf Androgen ansprechenden Geweben (Baker et al. 1977). Hyperprolaktinämie ist mit einer Verringerung der Hoden- und Prostatagröße, des Samenvolumens und der zirkulierenden Konzentrationen von LH und Testosteron verbunden (Segal et al. 1979). Hyperprolaktinämie wurde auch mit Impotenz in Verbindung gebracht, anscheinend unabhängig von der Veränderung der Testosteronsekretion (Thorner et al. 1977).
Bei der Messung von Steroidhormon-Metaboliten im Urin muss das Potenzial berücksichtigt werden, dass die untersuchte Exposition den Metabolismus der ausgeschiedenen Metaboliten verändern kann. Dies ist besonders relevant, da die meisten Metaboliten von der Leber gebildet werden, einem Ziel vieler Giftstoffe. Blei verringerte beispielsweise die Menge an sulfatierten Steroiden, die in den Urin ausgeschieden wurden (Apostoli et al. 1989). Die Blutspiegel für beide Gonadotropine werden während des Schlafs erhöht, wenn der Mann in die Pubertät eintritt, während die Testosteronspiegel dieses Tagesmuster bei Männern bis ins Erwachsenenalter beibehalten (Plant 1988). Daher sollten Blut-, Urin- oder Speichelproben ungefähr zur gleichen Tageszeit entnommen werden, um Schwankungen aufgrund von Tagessekretionsmustern zu vermeiden.
Die offensichtlichen Auswirkungen einer toxischen Exposition, die auf das reproduktive neuroendokrine System abzielt, werden höchstwahrscheinlich durch veränderte biologische Manifestationen der Androgene offenbart. Deutlich durch Androgene regulierte Manifestationen beim erwachsenen Mann, die während einer grundlegenden körperlichen Untersuchung festgestellt werden können, umfassen: (1) Stickstoffretention und Muskelentwicklung; (2) Erhaltung der äußeren Genitalien und akzessorischen Geschlechtsorgane; (3) Aufrechterhaltung des vergrößerten Kehlkopfes und der verdickten Stimmbänder, die die männliche Stimme verursachen; (4) Bart-, Achsel- und Schamhaarwachstum und zeitlicher Haarrückgang und Glatzenbildung; (5) Libido und sexuelle Leistungsfähigkeit; (6) organspezifische Proteine in Geweben (z. B. Leber, Nieren, Speicheldrüsen); und (7) aggressives Verhalten (Bardin 1986). Veränderungen in einem dieser Merkmale können darauf hindeuten, dass die Androgenproduktion beeinträchtigt wurde.
Beispiele für toxische Wirkungen
Blei ist ein klassisches Beispiel für einen Giftstoff, der das neuroendokrine System direkt beeinflusst. Bei Männern, die weniger als ein Jahr Blei ausgesetzt waren, waren die Serum-LH-Konzentrationen erhöht. Dieser Effekt trat bei Männern, die länger als fünf Jahre exponiert waren, nicht fort. Serum-FSH-Spiegel wurden nicht beeinflusst. Andererseits waren bei Männern, die mehr als fünf Jahre Blei ausgesetzt waren, die ABP-Serumspiegel erhöht und die Gesamttestosteronspiegel verringert. Die Serumspiegel von freiem Testosteron waren nach drei- bis fünfjähriger Bleiexposition signifikant erniedrigt (Rodamilans et al. 1988). Im Gegensatz dazu waren die Serumkonzentrationen von LH, FSH, Gesamttestosteron, Prolaktin und neutralen 17-Ketosteroiden insgesamt bei Arbeitern mit niedrigeren zirkulierenden Bleispiegeln nicht verändert, obwohl die Verteilungshäufigkeit der Spermienzahl verändert war (Assennato et al. 1986). .
Auch die Exposition von Werftmalern gegenüber 2-Ethoxyethanol reduzierte die Spermienzahl ohne gleichzeitige Veränderung der LH-, FSH- oder Testosteronkonzentrationen im Serum (Welch et al. 1988). So können Giftstoffe die Hormonproduktion und die Spermienmessungen unabhängig voneinander beeinflussen.
Bei männlichen Arbeitern, die an der Herstellung des Nematozids DBCP beteiligt waren, traten erhöhte LH- und FSH-Serumspiegel sowie eine verringerte Spermienzahl und Fruchtbarkeit auf. Diese Wirkungen sind offensichtlich Folgen von DBCP-Einwirkungen auf die Leydig-Zellen, um die Androgenproduktion oder -wirkung zu verändern (Mattison et al. 1990).
Mehrere Verbindungen können aufgrund struktureller Ähnlichkeit mit reproduktiven Steroidhormonen Toxizität ausüben. Somit können Giftstoffe durch Bindung an den jeweiligen endokrinen Rezeptor als Agonisten oder Antagonisten wirken, um biologische Reaktionen zu unterbrechen. Chlordecon (Kepone), ein Insektizid, das an Östrogenrezeptoren bindet, verringerte die Anzahl und Beweglichkeit der Spermien, stoppte die Reifung der Spermien und verringerte die Libido. Während es verlockend ist, darauf hinzuweisen, dass diese Wirkungen darauf zurückzuführen sind, dass Chlordecon die Östrogenwirkungen auf neuroendokriner oder testikulärer Ebene beeinflusst, wurde in diesen Studien nicht gezeigt, dass die Serumspiegel von Testosteron, LH und FSH in ähnlicher Weise wie die Wirkungen einer Östradioltherapie verändert wurden . DDT und seine Metaboliten weisen auch steroidale Eigenschaften auf und es ist zu erwarten, dass sie die männliche Fortpflanzungsfunktion verändern, indem sie die Steroidhormonfunktionen stören. Xenobiotika wie polychlorierte Biphenyle, polybromierte Biphenyle und chlororganische Pestizide können auch die männlichen Fortpflanzungsfunktionen beeinträchtigen, indem sie östrogene Agonisten-/Antagonisten-Aktivität ausüben (Mattison et al. 1990).
Sexuelle Funktion
Die menschliche Sexualfunktion bezieht sich auf die integrierten Aktivitäten der Hoden und sekundären Geschlechtsdrüsen, der endokrinen Kontrollsysteme und der auf dem zentralen Nervensystem basierenden Verhaltens- und psychologischen Komponenten der Fortpflanzung (Libido). Erektion, Ejakulation und Orgasmus sind drei unterschiedliche, unabhängige, physiologische und psychodynamische Ereignisse, die normalerweise gleichzeitig bei Männern auftreten.
Aufgrund der oben beschriebenen Probleme liegen nur wenige verlässliche Daten zu den Auswirkungen beruflicher Exposition auf die Sexualfunktion vor. Es wurde gezeigt, dass Medikamente jede der drei Phasen der männlichen Sexualfunktion beeinflussen (Fabro 1985), was auf das Potenzial berufsbedingter Expositionen hindeutet, ähnliche Wirkungen auszuüben. Antidepressiva, Testosteronantagonisten und Stimulanzien der Prolaktinfreisetzung verringern wirksam die Libido bei Männern. Antihypertensiva, die auf das sympathische Nervensystem einwirken, rufen bei manchen Männern Impotenz hervor, aber überraschenderweise Priapismus bei anderen. Phenoxybenzamin, ein adrenozeptiver Antagonist, wurde klinisch verwendet, um die Samenemission, aber nicht den Orgasmus zu blockieren (Shilon, Paz und Homonnai 1984). Anticholinerge Antidepressiva ermöglichen die Samenemission, während sie den Samenerguss und den Orgasmus blockieren, was dazu führt, dass Samenplasma aus der Harnröhre sickert, anstatt ausgestoßen zu werden.
Freizeitdrogen beeinflussen auch die Sexualfunktion (Fabro 1985). Ethanol kann Impotenz reduzieren und gleichzeitig die Libido steigern. Kokain, Heroin und hohe Dosen von Cannabinoiden reduzieren die Libido. Auch Opiate verzögern oder beeinträchtigen die Ejakulation.
Die große und vielfältige Palette von Arzneimitteln, die nachweislich das männliche Fortpflanzungssystem beeinflussen, unterstützt die Vorstellung, dass Chemikalien, die am Arbeitsplatz gefunden werden, auch reproduktionstoxisch sein können. Zur Bewertung dieses wichtigen Bereichs der Reproduktionstoxikologie sind für Feldstudienbedingungen zuverlässige und praktikable Forschungsmethoden erforderlich.