La spermatogenèse et la spermiogenèse sont les processus cellulaires qui produisent les cellules sexuelles mâles matures. Ces processus ont lieu dans les tubules séminifères des testicules du mâle sexuellement mature, comme le montre la figure 1. Les tubules séminifères humains mesurent de 30 à 70 cm de long et de 150 à 300 mm de diamètre (Zaneveld 1978). Les spermatogonies (cellules souches) sont positionnées le long de la membrane basale des tubules séminifères et sont les cellules de base pour la production de sperme.
Figure 1. Le système reproducteur masculin
Les spermatozoïdes mûrissent à travers une série de divisions cellulaires au cours desquelles les spermatogonies prolifèrent et deviennent des spermatocytes primaires. Les spermatocytes primaires au repos migrent à travers les jonctions serrées formées par les cellules de Sertoli vers le côté luminal de cette barrière testiculaire. Au moment où les spermatocytes atteignent la barrière membranaire dans le testicule, la synthèse de l'ADN, le matériel génétique du noyau de la cellule, est pratiquement terminée. Lorsque les spermatocytes primaires rencontrent réellement la lumière du tubule séminifère, ils subissent un type particulier de division cellulaire qui ne se produit que dans les cellules germinales et est connu sous le nom de méiose. La division cellulaire méiotique entraîne la division des paires de chromosomes dans le noyau, de sorte que chaque cellule germinale résultante ne contient qu'une seule copie de chaque brin de chromosome plutôt qu'une paire appariée.
Au cours de la méiose, les chromosomes changent de forme en se condensant et en devenant filamenteux. À un certain moment, la membrane nucléaire qui les entoure se décompose et des fuseaux microtubulaires se fixent sur les paires chromosomiques, provoquant leur séparation. Ceci complète la première division méiotique et deux spermatocytes secondaires haploïdes sont formés. Les spermatocytes secondaires subissent ensuite une deuxième division méiotique pour former un nombre égal de spermatides portant les chromosomes X et Y.
La transformation morphologique des spermatides en spermatozoïdes est appelée spermiogenèse. Lorsque la spermiogenèse est terminée, chaque spermatozoïde est libéré par la cellule de Sertoli dans la lumière du tubule séminifère par un processus appelé spermiation. Les spermatozoïdes migrent le long du tubule vers le rete testis et dans la tête de l'épididyme. Les spermatozoïdes sortant des tubes séminifères sont immatures : incapables de féconder un ovule et incapables de nager. Les spermatozoïdes libérés dans la lumière du tubule séminifère sont en suspension dans un liquide produit principalement par les cellules de Sertoli. Les spermatozoïdes concentrés en suspension dans ce liquide s'écoulent en continu des tubules séminifères, à travers de légers changements dans le milieu ionique dans le rete testis, à travers les canaux efférents et dans l'épididyme. L'épididyme est un tube unique très enroulé (cinq à six mètres de long) dans lequel les spermatozoïdes passent 12 à 21 jours.
Au sein de l'épididyme, les spermatozoïdes acquièrent progressivement motilité et capacité fécondante. Cela peut être dû à la nature changeante du liquide de suspension dans l'épididyme. Autrement dit, à mesure que les cellules mûrissent, l'épididyme absorbe les composants du fluide, y compris les sécrétions des cellules de Sertoli (par exemple, la protéine de liaison aux androgènes), augmentant ainsi la concentration de spermatozoïdes. L'épididyme apporte également ses propres sécrétions au liquide de suspension, y compris les produits chimiques glycérylphosphorylcholine (GPC) et carnitine.
La morphologie des spermatozoïdes continue de se transformer dans l'épididyme. La gouttelette cytoplasmique est éliminée et le noyau du spermatozoïde se condense davantage. Alors que l'épididyme est le principal réservoir de stockage du sperme jusqu'à l'éjaculation, environ 30% du sperme dans un éjaculat a été stocké dans le canal déférent. L'éjaculation fréquente accélère le passage des spermatozoïdes à travers l'épididyme et peut augmenter le nombre de spermatozoïdes immatures (infertiles) dans l'éjaculat (Zaneveld 1978).
Éjaculation
Une fois dans le canal déférent, les spermatozoïdes sont transportés par les contractions musculaires de l'éjaculation plutôt que par le flux de liquide. Pendant l'éjaculation, les fluides sont expulsés de force des glandes sexuelles accessoires, donnant naissance au plasma séminal. Ces glandes n'expulsent pas leurs sécrétions en même temps. Au contraire, la glande bulbo-urétrale (de Cowper) extrude d'abord un liquide clair, suivi des sécrétions prostatiques, des fluides concentrés en sperme des épididymes et de l'ampoule du canal déférent, et enfin la plus grande fraction principalement des vésicules séminales. Ainsi, le plasma séminal n'est pas un liquide homogène.
Actions toxiques sur la spermatogenèse et la spermiogenèse
Les toxiques peuvent perturber la spermatogenèse en plusieurs points. Les plus dommageables, en raison de leur irréversibilité, sont les substances toxiques qui tuent ou modifient génétiquement (au-delà des mécanismes de réparation) les spermatogonies ou les cellules de Sertoli. Les études animales ont été utiles pour déterminer le stade auquel un toxique attaque le processus spermatogène. Ces études utilisent une exposition à court terme à une substance toxique avant l'échantillonnage pour déterminer l'effet. En connaissant la durée de chaque étape spermatogène, on peut extrapoler pour estimer l'étape affectée.
L'analyse biochimique du plasma séminal donne un aperçu de la fonction des glandes sexuelles accessoires. Les produits chimiques qui sont sécrétés principalement par chacune des glandes sexuelles accessoires sont généralement sélectionnés pour servir de marqueur pour chaque glande respective. Par exemple, l'épididyme est représenté par le GPC, les vésicules séminales par le fructose et la prostate par le zinc. Notez que ce type d'analyse ne fournit que des informations brutes sur la fonction glandulaire et peu ou pas d'informations sur les autres constituants sécrétoires. La mesure du pH et de l'osmolalité du sperme fournit des informations générales supplémentaires sur la nature du plasma séminal.
Le plasma séminal peut être analysé pour détecter la présence d'une substance toxique ou de son métabolite. Les métaux lourds ont été détectés dans le plasma séminal à l'aide de la spectrophotométrie d'absorption atomique, tandis que les hydrocarbures halogénés ont été mesurés dans le liquide séminal par chromatographie en phase gazeuse après extraction ou filtration limitant les protéines (Stachel et al. 1989 ; Zikarge 1986).
La viabilité et la motilité des spermatozoïdes dans le plasma séminal sont généralement le reflet de la qualité du plasma séminal. Des altérations de la viabilité des spermatozoïdes, mesurées par l'exclusion des taches ou par un gonflement hypoosmotique, ou des altérations des paramètres de motilité des spermatozoïdes suggéreraient des effets toxiques post-testiculaires.
Les analyses de sperme peuvent également indiquer si la production de spermatozoïdes a été affectée par une substance toxique. Le nombre et la morphologie des spermatozoïdes fournissent des indices de l'intégrité de la spermatogenèse et de la spermiogenèse. Ainsi, le nombre de spermatozoïdes dans l'éjaculat est directement corrélé au nombre de cellules germinales par gramme de testicule (Zukerman et al. 1978), tandis qu'une morphologie anormale est probablement le résultat d'une spermiogenèse anormale. Les spermatozoïdes morts ou immobiles reflètent souvent les effets d'événements post-testiculaires. Ainsi, le type ou le moment d'un effet toxique peut indiquer la cible du toxique. Par exemple, l'exposition de rats mâles au 2-méthoxyéthanol a entraîné une réduction de la fertilité après quatre semaines (Chapin et al. 1985). Cette preuve, corroborée par l'examen histologique, indique que la cible de la toxicité est le spermatocyte (Chapin et al. 1984). Bien qu'il ne soit pas éthique d'exposer intentionnellement des humains à des substances toxiques pour la reproduction présumées, les analyses de sperme d'éjaculations en série d'hommes exposés par inadvertance pendant une courte période à des substances toxiques potentielles peuvent fournir des informations utiles similaires.
L'exposition professionnelle au 1,2-dibromochloropropane (DBCP) a réduit la concentration de spermatozoïdes dans les éjaculats d'une médiane de 79 millions de cellules/ml chez les hommes non exposés à 46 millions de cellules/ml chez les travailleurs exposés (Whorton et al. 1979). Après avoir retiré les travailleurs de l'exposition, ceux dont le nombre de spermatozoïdes était réduit ont connu une récupération partielle, tandis que les hommes qui avaient été azoospermiques sont restés stériles. La biopsie testiculaire a révélé que la cible du DBCP était les spermatogonies. Cela justifie la gravité de l'effet lorsque les cellules souches sont la cible de substances toxiques. Rien n'indique que l'exposition des hommes au DBCP soit associée à une issue défavorable de la grossesse (Potashnik et Abeliovich 1985). Un autre exemple d'un toxique ciblant la spermatogenèse/spermiogenèse était l'étude des travailleurs exposés au dibromure d'éthylène (EDB). Ils avaient plus de spermatozoïdes avec des têtes effilées et moins de spermatozoïdes par éjaculat que les témoins (Ratcliffe et al. 1987).
Les dommages génétiques sont difficiles à détecter dans le sperme humain. Plusieurs études animales utilisant le test de létalité dominante (Ehling et al. 1978) indiquent que l'exposition du père peut entraîner une issue défavorable de la grossesse. Des études épidémiologiques portant sur de vastes populations ont démontré une fréquence accrue d'avortements spontanés chez les femmes dont les maris travaillaient comme mécaniciens de véhicules à moteur (McDonald et al. 1989). De telles études indiquent un besoin de méthodes pour détecter les dommages génétiques dans le sperme humain. De telles méthodes sont développées par plusieurs laboratoires. Ces méthodes comprennent des sondes d'ADN pour discerner les mutations génétiques (Hecht 1987), le caryotypage des chromosomes du sperme (Martin 1983) et l'évaluation de la stabilité de l'ADN par cytométrie en flux (Evenson 1986).
Figure 2. Expositions positivement associées à des effets néfastes sur la qualité du sperme
La figure 2 répertorie les expositions connues pour affecter la qualité du sperme et le tableau 1 fournit un résumé des résultats des études épidémiologiques des effets paternels sur les résultats de la reproduction.
Tableau 1. Études épidémiologiques des effets paternels sur l'issue de la grossesse
| Référence | Type d'exposition ou de profession | Association avec l'exposition1 | d'Entourage |
| Études de population basées sur des enregistrements | |||
| Lindbohm et coll. 1984 | solvants | - | Avortement spontané |
| Lindbohm et coll. 1984 | Station-service | + | Avortement spontané |
| Daniell et Vaughan 1988 | Solvants organiques | - | Avortement spontané |
| McDonald et al. 1989 | mécaniciens | + | Avortement spontané |
| McDonald et al. 1989 | La transformation des aliments | + | Défauts de développement |
| Lindbohm et coll. 1991a | Oxyde d'éthylène | + | Avortement spontané |
| Lindbohm et coll. 1991a | Raffinerie de pétrole | + | Avortement spontané |
| Lindbohm et coll. 1991a | Imprégnés de bois | + | Avortement spontané |
| Lindbohm et coll. 1991a | Produits chimiques pour le caoutchouc | + | Avortement spontané |
| Olsen et coll. 1991 | Métaux | + | Risque de cancer chez l'enfant |
| Olsen et coll. 1991 | Machinistes | + | Risque de cancer chez l'enfant |
| Olsen et coll. 1991 | Smiths | + | Risque de cancer chez l'enfant |
| Kristensen et coll. 1993 | solvants | + | Naissance prématurée |
| Kristensen et coll. 1993 | Plomb et solvants | + | Naissance prématurée |
| Kristensen et coll. 1993 | Plomb | + | Décès périnatal |
| Kristensen et coll. 1993 | Plomb | + | Morbidité des enfants de sexe masculin |
| Études cas-témoins | |||
| Kucera 1968 | Industrie de l'imprimerie | (+) | Fente labiale |
| Kucera 1968 | Peinture | (+) | Fente palatine |
| Olsen 1983 | Peinture | + | Dommages au système nerveux central |
| Olsen 1983 | solvants | (+) | Dommages au système nerveux central |
| Sever et coll. 1988 | Rayonnement de faible intensité | + | Anomalies du tube neural |
| Taskinen et coll. 1989 | Solvants organiques | + | Avortement spontané |
| Taskinen et coll. 1989 | Hydrocarbures aromatiques | + | Avortement spontané |
| Taskinen et coll. 1989 | Poussière | + | Avortement spontané |
| Garner et al. 1990 | Radiation | + | Leucémie infantile |
| Bondé 1992 | Soudage | + | Temps de conception |
| Wilkins et les éviers 1990 | L’agriculture | (+) | Tumeur au cerveau de l'enfant |
| Wilkins et les éviers 1990 | Construction et Génie Civil | (+) | Tumeur au cerveau de l'enfant |
| Wilkins et les éviers 1990 | Transformation des aliments/du tabac | (+) | Tumeur au cerveau de l'enfant |
| Wilkins et les éviers 1990 | Métal | + | Tumeur au cerveau de l'enfant |
| Lindbohmn et al. 1991b | Plomb | (+) | Avortement spontané |
| Salmen et al. 1992 | Plomb | (+) | Malformations congénitales |
| Veulemans et coll. 1993 | Éther d'éthylène glycol | + | Spermogramme anormal |
| Chia et coll. 1992 | Métaux | + | Cadmium dans le sperme |
1 – pas d'association significative ; (+) association légèrement significative ; + association significative.
Source : Adapté de Taskinen 1993.
Système neuroendocrinien
Le fonctionnement global du système reproducteur est contrôlé par le système nerveux et les hormones produites par les glandes (le système endocrinien). L'axe neuroendocrinien reproducteur du mâle implique principalement le système nerveux central (SNC), l'hypophyse antérieure et les testicules. Les apports du SNC et de la périphérie sont intégrés par l'hypothalamus, qui régule directement la sécrétion de gonadotrophine par l'hypophyse antérieure. Les gonadotrophines, à leur tour, agissent principalement sur les cellules de Leydig dans l'interstitium et sur les cellules de Sertoli et germinales dans les tubules séminifères pour réguler la spermatogenèse et la production d'hormones par les testicules.
Axe hypothalamo-hypophysaire
L'hypothalamus sécrète la neurohormone gonadotrophine libérant l'hormone (GnRH) dans le système vasculaire porte hypophysaire pour le transport vers l'hypophyse antérieure. La sécrétion pulsatile de ce décapeptide provoque la libération concomitante de l'hormone lutéinisante (LH), et avec une synchronisation moindre et un cinquième de la puissance, la libération de l'hormone folliculo-stimulante (FSH) (Bardin 1986). Des preuves substantielles existent pour étayer la présence d'une hormone de libération de FSH distincte, bien qu'aucune n'ait encore été isolée (Savy-Moore et Schwartz 1980; Culler et Negro-Vilar 1986). Ces hormones sont sécrétées par l'hypophyse antérieure. La LH agit directement sur les cellules de Leydig pour stimuler la synthèse et la libération de testostérone, tandis que la FSH stimule l'aromatisation de la testostérone en estradiol par la cellule de Sertoli. La stimulation gonadotrope provoque la libération de ces hormones stéroïdes dans la veine spermatique.
La sécrétion de gonadotrophine est, à son tour, contrôlée par la testostérone et l'estradiol via des mécanismes de rétroaction négative. La testostérone agit principalement sur l'hypothalamus pour réguler la sécrétion de GnRH et réduit ainsi la fréquence des impulsions, principalement, de la libération de LH. L'estradiol, d'autre part, agit sur la glande pituitaire pour réduire l'ampleur de la libération de gonadotrophines. Grâce à ces boucles de rétroaction endocriniennes, la fonction testiculaire en général et la sécrétion de testostérone en particulier sont maintenues à un état relativement stable.
Axe pituitaire-testiculaire
La LH et la FSH sont généralement considérées comme nécessaires à la spermatogenèse normale. Vraisemblablement, l'effet de la LH est secondaire à l'induction de concentrations intratesticulaires élevées de testostérone. Par conséquent, la FSH de l'hypophyse et la testostérone des cellules de Leydig agissent sur les cellules de Sertoli dans l'épithélium des tubes séminifères pour initier la spermatogenèse. La production de spermatozoïdes persiste, bien que quantitativement réduite, après l'élimination de la LH (et vraisemblablement des concentrations élevées de testostérone intratesticulaire) ou de la FSH. La FSH est nécessaire pour initier la spermatogenèse à la puberté et, dans une moindre mesure, pour relancer la spermatogenèse qui a été arrêtée (Matsumoto 1989 ; Sharpe 1989).
La synergie hormonale qui sert à maintenir la spermatogenèse peut entraîner le recrutement par la FSH de spermatogonies différenciées pour entrer dans la méiose, tandis que la testostérone peut contrôler des étapes ultérieures spécifiques de la spermatogenèse. La FSH et la testostérone peuvent également agir sur la cellule de Sertoli pour stimuler la production d'un ou plusieurs facteurs paracrines qui peuvent affecter le nombre de cellules de Leydig et la production de testostérone par ces cellules (Sharpe 1989). La FSH et la testostérone stimulent la synthèse des protéines par les cellules de Sertoli, y compris la synthèse de la protéine de liaison aux androgènes (ABP), tandis que la FSH seule stimule la synthèse de l'aromatase et de l'inhibine. L'ABP est sécrétée principalement dans le fluide tubulaire séminifère et est transportée vers la partie proximale de l'épididyme de la tête, servant éventuellement de transporteur local d'androgènes (Bardin 1986). L'aromatase catalyse la conversion de la testostérone en estradiol dans les cellules de Sertoli et dans d'autres tissus périphériques.
L'inhibine est une glycoprotéine constituée de deux sous-unités dissemblables liées par des disulfures, a et b. Bien que l'inhibine inhibe préférentiellement la libération de FSH, elle peut également atténuer la libération de LH en présence d'une stimulation par la GnRH (Kotsugi et al. 1988). La FSH et la LH stimulent la libération d'inhibine avec une puissance approximativement égale (McLachlan et al. 1988). Fait intéressant, l'inhibine est sécrétée dans le sang de la veine spermatique sous forme d'impulsions synchrones avec celles de la testostérone (Winters 1990). Cela ne reflète probablement pas les actions directes de la LH ou de la testostérone sur l'activité des cellules de Sertoli, mais plutôt les effets d'autres produits cellulaires de Leydig sécrétés soit dans les espaces interstitiels, soit dans la circulation.
La prolactine, également sécrétée par l'hypophyse antérieure, agit en synergie avec la LH et la testostérone pour favoriser la fonction reproductrice masculine. La prolactine se lie à des récepteurs spécifiques sur la cellule de Leydig et augmente la quantité de complexe récepteur aux androgènes dans le noyau des tissus sensibles aux androgènes (Baker et al. 1977). L'hyperprolactinémie est associée à des réductions de la taille des testicules et de la prostate, du volume de sperme et des concentrations circulantes de LH et de testostérone (Segal et al. 1979). L'hyperprolactinémie a également été associée à l'impuissance, apparemment indépendamment de la modification de la sécrétion de testostérone (Thorner et al. 1977).
Si l'on mesure les métabolites des hormones stéroïdes dans l'urine, il faut tenir compte de la possibilité que l'exposition étudiée puisse modifier le métabolisme des métabolites excrétés. Ceci est particulièrement pertinent puisque la plupart des métabolites sont formés par le foie, cible de nombreux toxiques. Le plomb, par exemple, a réduit la quantité de stéroïdes sulfatés excrétés dans l'urine (Apostoli et al. 1989). Les taux sanguins des deux gonadotrophines augmentent pendant le sommeil lorsque l'homme entre dans la puberté, tandis que les taux de testostérone maintiennent ce schéma diurne jusqu'à l'âge adulte chez les hommes (Plant 1988). Ainsi, les échantillons de sang, d'urine ou de salive doivent être prélevés à peu près au même moment de la journée pour éviter les variations dues aux schémas sécrétoires diurnes.
Les effets manifestes d'une exposition toxique ciblant le système neuroendocrinien reproducteur sont plus susceptibles d'être révélés par des manifestations biologiques altérées des androgènes. Les manifestations significativement régulées par les androgènes chez l'homme adulte qui peuvent être détectées lors d'un examen physique de base comprennent : (1) la rétention d'azote et le développement musculaire ; (2) entretien des organes génitaux externes et des organes sexuels accessoires; (3) maintien du larynx élargi et des cordes vocales épaissies provoquant la voix masculine ; (4) croissance de la barbe, des poils axillaires et pubiens et récession des poils temporaux et calvitie; (5) libido et performances sexuelles; (6) protéines spécifiques d'organes dans les tissus (par exemple, foie, reins, glandes salivaires) ; et (7) un comportement agressif (Bardin 1986). Des modifications de l'un de ces traits peuvent indiquer que la production d'androgènes a été affectée.
Exemples d'effets toxiques
Le plomb est un exemple classique de substance toxique qui affecte directement le système neuroendocrinien. Les concentrations sériques de LH étaient élevées chez les hommes exposés au plomb pendant moins d'un an. Cet effet n'a pas progressé chez les hommes exposés pendant plus de cinq ans. Les taux sériques de FSH n'ont pas été affectés. En revanche, les taux sériques d'ABP étaient élevés et ceux de testostérone totale étaient réduits chez les hommes exposés au plomb pendant plus de cinq ans. Les taux sériques de testostérone libre ont été considérablement réduits après une exposition au plomb pendant trois à cinq ans (Rodamilans et al. 1988). En revanche, les concentrations sériques de LH, de FSH, de testostérone totale, de prolactine et de 17-cétostéroïdes neutres totaux n'ont pas été modifiées chez les travailleurs présentant des taux circulants de plomb inférieurs, même si la fréquence de distribution du nombre de spermatozoïdes a été modifiée (Assennato et al. 1986) .
L'exposition des peintres des chantiers navals au 2-éthoxyéthanol a également réduit le nombre de spermatozoïdes sans modification concomitante des concentrations sériques de LH, de FSH ou de testostérone (Welch et al., 1988). Ainsi, les substances toxiques peuvent affecter indépendamment la production d'hormones et les mesures du sperme.
Les travailleurs masculins impliqués dans la fabrication du nématocide DBCP ont présenté des taux sériques élevés de LH et de FSH et une diminution du nombre de spermatozoïdes et de la fertilité. Ces effets sont apparemment des séquelles des actions du DBCP sur les cellules de Leydig pour modifier la production ou l'action des androgènes (Mattison et al. 1990).
Plusieurs composés peuvent exercer une toxicité en raison de leur similitude structurelle avec les hormones stéroïdiennes de la reproduction. Ainsi, en se liant au récepteur endocrinien respectif, les substances toxiques peuvent agir comme agonistes ou antagonistes pour perturber les réponses biologiques. Le chlordécone (Kepone), un insecticide qui se lie aux récepteurs des œstrogènes, réduit le nombre et la motilité des spermatozoïdes, arrête la maturation des spermatozoïdes et réduit la libido. Bien qu'il soit tentant de suggérer que ces effets résultent de l'interférence du chlordécone avec les actions des œstrogènes au niveau neuroendocrinien ou testiculaire, les taux sériques de testostérone, de LH et de FSH n'ont pas été modifiés dans ces études d'une manière similaire aux effets de l'estradiol. . Le DDT et ses métabolites présentent également des propriétés stéroïdiennes et on pourrait s'attendre à ce qu'ils altèrent la fonction reproductive masculine en interférant avec les fonctions des hormones stéroïdiennes. Les xénobiotiques tels que les biphényles polychlorés, les biphényles polybromés et les pesticides organochlorés peuvent également interférer avec les fonctions reproductives masculines en exerçant une activité agoniste/antagoniste œstrogénique (Mattison et al. 1990).
Fonction sexuelle
La fonction sexuelle humaine fait référence aux activités intégrées des testicules et des glandes sexuelles secondaires, des systèmes de contrôle endocrinien et des composants comportementaux et psychologiques de la reproduction (libido) basés sur le système nerveux central. L'érection, l'éjaculation et l'orgasme sont trois événements distincts, indépendants, physiologiques et psychodynamiques qui se produisent normalement simultanément chez les hommes.
Peu de données fiables sont disponibles sur les effets de l'exposition professionnelle sur la fonction sexuelle en raison des problèmes décrits ci-dessus. Il a été démontré que les drogues affectent chacune des trois étapes de la fonction sexuelle masculine (Fabro 1985), ce qui indique que les expositions professionnelles peuvent avoir des effets similaires. Les antidépresseurs, les antagonistes de la testostérone et les stimulants de la libération de prolactine réduisent efficacement la libido chez les hommes. Les médicaments antihypertenseurs qui agissent sur le système nerveux sympathique induisent l'impuissance chez certains hommes, mais étonnamment, le priapisme chez d'autres. La phénoxybenzamine, un antagoniste adrénergique, a été utilisée en clinique pour bloquer l'émission séminale mais pas l'orgasme (Shilon, Paz et Homonnai 1984). Les antidépresseurs anticholinergiques permettent l'émission séminale tout en bloquant l'éjection séminale et l'orgasme, ce qui entraîne une fuite de plasma séminal de l'urètre plutôt qu'une éjection.
Les drogues récréatives affectent également la fonction sexuelle (Fabro 1985). L'éthanol peut réduire l'impuissance tout en améliorant la libido. La cocaïne, l'héroïne et de fortes doses de cannabinoïdes réduisent la libido. Les opiacés retardent ou altèrent également l'éjaculation.
La gamme vaste et variée de produits pharmaceutiques dont il a été démontré qu'ils affectent le système reproducteur masculin appuie l'idée que les produits chimiques trouvés sur le lieu de travail peuvent également être des toxiques pour la reproduction. Des méthodes de recherche fiables et pratiques pour les conditions d'étude sur le terrain sont nécessaires pour évaluer cet important domaine de la toxicologie de la reproduction.